Пасля 25 дзён статычнай інкубацыі пры тэмпературы 28°C лакказа з *Pleurotus ostreatus* NRC620 прадэманстравала найвышэйшую актыўнасць у асяроддзі для грыбковай культуры. Аптымальныя значэнні pH і тэмпературы для гэтага фермента склалі 3,0 і 70°C адпаведна. Пасля 2 гадзін інкубацыі пры тэмпературы 40°C і 50°C актыўнасць фермента захавалася на ўзроўні 68,33% і 59,61% адпаведна. Пасля 2 гадзін інкубацыі ў цытрат-фасфатным буферы (pH 7,0) актыўнасць фермента засталася на ўзроўні 100%. Даданне 10 мМ MgSO₄ і CuSO₄ павялічыла актыўнасць фермента прыблізна на 21% і 35% адпаведна, у той час як NaCl, MnCl₂, KCl і CaCl₂ інгібіравалі актыўнасць фермента. Пры выкарыстанні ABTS у якасці субстрата кінетычныя параметры (Km і Vmax) лаказы *Pleurotus ostreatus* NRC 620 склалі 1,99 мМ і 16 217 мкмоль/мін/л адпаведна. Ферментатыўная апрацоўка ўзораў яблычнага соку значна знізіла як pH, так і глейкасць, і гэта зніжэнне карэлявала з павелічэннем часу захоўвання. Апрацоўка лаказай прывяла да нязначнага зніжэння агульнага ўтрымання фенолаў у яблычным соку, але зніжэння антыаксідантнай актыўнасці не назіралася.
У апошнія гады даследчыкі засяродзіліся на прымяненні зялёнай біятэхналогіі ў харчовай прамысловасці. Лаказа — адзін з найбольш карысных ферментаў у харчовай прамысловасці, які знаходзіць прымяненне ў такіх галінах, як перапрацоўка сокаў, выпечка, стабілізацыя віна і паляпшэнне арганалептычных якасцей харчовых прадуктаў.1Многія вышэйшыя расліны і мікраарганізмы вылучаюць лакказу,2і такія грыбы, як дэйтэраміцэты, аскаміцэты і базідыяміцэты, таксама могуць выпрацоўваць лакказу.3Лаказа (EC 1.10.3.2) — гэта сіняя аксідаза, якая аднаўляе малекулярны кісларод да вады з выкарыстаннем сістэмы, якая складаецца з трох розных атамаў медзі, тым самым акісляючы розныя фенольныя злучэнні і араматычныя аміны. Падчас вытворчасці фруктовых і агароднінных сокаў ферментатыўнае і неферментатыўнае пацямненне з'яўляецца крытычна важным.4Паколькі гэтыя рэчывы негатыўна ўплываюць на колер, смак і водар соку, іх неабходна выдаліць.5
З усіх садавіны яблыкі спажываюцца найбольш ва ўсім свеце і ў Еўрапейскім Саюзе. У 2019 годзе вытворчасць яблыкаў заняла трэцяе месца ў свеце, перавысіўшы 87 мільёнаў тон.6Яблыкі ўтрымліваюць мноства фенольных злучэнняў, у тым ліку флаваноіды і фенольныя кіслоты, такія як кававая кіслата і хларагенавая кіслата.7Паколькі яблычны сок звычайна ўжываюць у празрыстым выглядзе, падчас фільтрацыі губляецца ад 50% да 90% фенольных кампанентаў.8Сёння спажыўцы схільныя выбіраць мінімальна апрацаваныя прадукты, такія як каламутны яблычны сок з высокім утрыманнем поліфенолаў. Аднак з-за высокага ўтрымання фенолаў гэты тып яблычнага соку асабліва схільны да змены колеру і пацямнення.9Для памяншэння або прадухілення пацямнення яблычнага соку выкарыстоўваюцца розныя тэхналогіі, у тым ліку метады тэрмічнай апрацоўкі, такія як пастэрызацыя пры тэмпературы 60–90°C.10Аднак, паводле даследаванняў Саўседы-Галвеса11Тэрмічная апрацоўка можа разбурыць лятучыя хімічныя рэчывы і паўплываць на арганалептычныя якасці яблычнага соку. Альтэрнатывы метадам тэрмічнай апрацоўкі ўключаюць звышкрытычны вуглякіслы газ, ультрафіялетавае выпраменьванне, ультрагук, высокі гідрастатычны ціск або гамагенізацыю пад высокім ціскам.12Эфектыўнасць гэтых тэхналогій і выхад прыдатных фруктовых сокаў залежаць ад выкарыстоўваных параметраў і характарыстык прадукту. Іх шырокае выкарыстанне абмяжоўваецца высокімі выдаткамі, негатыўным уплывам на якасць некаторых харчовых прадуктаў або недастатковай інактывацыяй ферментаў.13,14
Лаказа можа быць выкарыстана для стабілізацыі і асвятлення фруктовага соку.15Гёкмен і інш.16Рэкамендуюць выкарыстоўваць лаказу для асвятлення фруктовых сокаў, паколькі яна эфектыўна выдаляе фенольныя злучэнні, пераўтвараючы іх у палімеры або алігамеры, якія лёгка выдаляюцца любой ультрафільтрацыйнай мембранай, што дазваляе яблычнаму соку захоўваць стабільны колер і празрыстасць да шасці тыдняў пры тэмпературы 50°C. Ачышчаная лаказа *Trichoderma* была імабілізавана на шарыках аксіду алюмінію і выкарыстана для селектыўнага выдалення непрыемных прысмакаў, выкліканых мікробным забруджваннем яблычнага соку.17
Прыкладна 80-90% лятучых кампанентаў яблычнага соку складаюць складаныя эфіры і альдэгіды, якія надаюць соку непаўторны водар.18Лаказа з *Trametes versicolor* была імабілізавана на недарагой падкладцы, вырабленай з натуральнага валакна з маладой шкарлупіны какосавых арэхаў, для асвятлення яблычнага соку.19У папярэдніх даследаваннях вывучалася стабілізацыя яблычнага соку (колер і каламутнасць) з выкарыстаннем безэнзімных або імабілізацыйных метадаў, альбо ў спалучэнні з ультрафільтрацыяй.5,19Аднак уплыў грыбковых лаказ на фізіка-хімічныя ўласцівасці яблычнага соку падчас захоўвання застаецца незразумелым. Таму мэтай гэтага даследавання было эксперыментальна вывучыць змены фізіка-хімічных уласцівасцей, утрымання фенольных злучэнняў і антыаксідантнай актыўнасці яблычнага соку пасля апрацоўкі грыбковымі лаказамі і двухтыднёвага захоўвання ў халадзільніку. Лаказы валодаюць здольнасцю акісляць фенольныя злучэнні, што робіць іх перспектыўнымі для выкарыстання ў розных прамысловых працэсах, у тым ліку для асвятлення соку. У гэтым даследаванні вывучаліся лаказы з *Pleurotus ostreatus* NRC 620, засяродзіўшы ўвагу на ідэальных умовах для іх актыўнасці і эфектыўнасці ў асвятленні соку. Хоць даследаванні вешанак (P. ostreatus NRC 620) усё яшчэ абмежаваныя, у папярэдніх даследаваннях вывучаліся ферменты з розных грыбковых крыніц, такіх як Trametes versicolor і Ganoderma lucidum. Мэтай гэтага даследавання было ацаніць патэнцыйнае прымяненне гэтага фермента ў харчовай прамысловасці і вылучыць яго унікальныя ўласцівасці, асабліва яго ідэальны pH і тэмпературу.
2,2′-Азааксібіс(3-этылбензатыязалін-6-сульфонавая кіслата) (ABTS) была набыта ў Sigma-Aldrich (Канада). Усе астатнія рэагенты былі аналітычнай ступені чысціні.
Цэнтр калекцыі мікробных культур Нацыянальнага даследчага цэнтра атрымаў вядомы штам вешанкі NRC620. Пасля перасявання гэты штам захоўваўся на скошаных пласцінах з дэкстрозай бульбы пры тэмпературы 4°C. Спосаб падрыхтоўкі інакуляту быў наступным: 10-дзённы, цалкам развіты міцэлій інакулявалі на пласцінкі з дэкстрозай бульбы і інкубавалі пры тэмпературы 28°C. Праз 10 дзён тры міцэліальныя блокі дыяметрам 12 мм вымалі з агаравага асяроддзя з дапамогай стэрыльнага металічнага прабойніка і змяшчалі ў колбы Эрленмейера аб'ёмам 250 мл з ватовымі коркамі, якія змяшчалі 50 мл стэрылізаванага культуральнага асяроддзя (pH 5,0, як апісана раней Отманам і інш.).20). Культуры інкубавалі пры тэмпературы 28°C на працягу 18 дзён. Затым культуры фільтравалі праз фільтравальную паперу Whatman № 1, і атрыманы супернатант служыў крыніцай фермента.
Лаказную актыўнасць вызначалі з выкарыстаннем ABTS у якасці субстрата. Рэакцыйная сумесь (2 мл) утрымлівала 500 мкл 0,3 мМ ABTS (растворанага ў 0,1 М цытратным буферы натрыю, pH 4,5) і неабходную колькасць узору фермента, разведзенага дыстыляванай вадой.21,22Улічваючы, што лакказа можа акісляць ABTS пры пакаёвай тэмпературы (28 °C ± 2), акісленне ABTS вызначалі, вымяраючы павелічэнне паглынання пры 420 нм (ε420= 36 000 см-1 M -1) з выкарыстаннем УФ-спектрафатометра Agilent Carry-100. Для акіслення 1 мкмоль ABTS у хвіліну патрабавалася адна адзінка лаказнай актыўнасці. Канцэнтрацыю бялку вызначалі метадам Брэдфарда з выкарыстаннем бычынага сыроватачнага альбуміна ў якасці ўнутранага кантролю.23,24
Пасля атрымання фермента з штама вешанкі NRC 620 яго актыўнасць вымяралі пры розных інтэрвалах культывавання на працягу 25 дзён у статычных умовах пры тэмпературы 28 °C.
Для вывучэння ўплыву тэмпературы на актыўнасць лаказы эксперыменты праводзіліся ў дыяпазоне тэмператур ад 20 да 90 °C. Перад даданнем фермента і пачаткам рэакцыі буфер (0,1 М цытрат натрыю, pH 4,5) і субстрат (ABTS) змешвалі і інкубавалі на працягу 5 хвілін пры розных тэмпературах. Тэрмастабільнасць фермента ацэньвалі шляхам інкубацыі ў 0,05 М фасфатным буферы натрыю (pH 7,0) пры 40, 50, 60 і 70 °C на працягу 2 гадзін адпаведна. Затым рэшткавая актыўнасць ацэньвалі з выкарыстаннем субстрата ABTS.
Уплыў pH на актыўнасць лаказы ацэньвалі з выкарыстаннем ABTS у якасці субстрата ў 0,1 М цытратна-фасфатных буферах з дыяпазонам pH ад 2,5 да 7,0. Раствор фермента інкубавалі пры тэмпературы 40°C на працягу двух гадзін у 0,1 М цытратным і Tris-буферах (pH 3, 4, 6 і 7) для ацэнкі стабільнасці pH. Рэшткавая актыўнасць з ABTS у якасці субстрата разлічвалі пасля інкубацыі.
Лаказу інкубавалі на працягу 10 хвілін у натрый-фасфатным буферы (0,05 М, pH 7,0), які змяшчаў розныя іёны металаў (Mg2+, Cu2+, Co2+, Ca2+, Zn2+, K+, Na+ і Mn2+) у канцэнтрацыях 2,5 мМ і 10 мМ адпаведна. Затым дадавалі субстрат (ABTS) для ініцыяцыі рэакцыі і ацэньвалі адносную актыўнасць.
Акісленне ABTS лаказай пры розных канцэнтрацыях (0,025–3 мМ) вымяралі пры pH 4,5 для вызначэння кінетычных параметраў (Vmax і Km).канстантыураўнення Міхаэліса-Ментэн былі разлічаны з выкарыстаннем графіка Лайнуівера-Берка, які адлюстроўвае адваротную велічыню хуткасці рэакцыі ў залежнасці ад канцэнтрацыі субстрата. Кінетычныя канстанты былі разлічаны з дапамогай графіка Лайнуівера-Берка з выкарыстаннем праграмнага забеспячэння GraphPad Prism версіі 6.01.
Пасля стараннага мыцця яблыкаў вадой з-пад крана іх разрэзалі напалову і выціснулі сок з дапамогай цалкам аўтаматычнай сокавыціскалкі Braun MP80 (выраблена ў Германіі). Сок фільтравалі праз чатыры пласты марлі. Кантрольнай групе ферменты не дадавалі, у той час як 2,0% лаказы (найбольш эфектыўная пратэставаная канцэнтрацыя) дадавалі ў свежапрыгатаваны яблычны сок, які затым захоўвалі пры тэмпературы 4°C на працягу двух тыдняў.
Тытравальную кіслотнасць (TA) і pH вызначалі паводле метаду Боўлтана і інш.ал.27. pH кожнага ўзору вымяралі з дапамогай лічбавага pH-метра (pH-метр JENWAY 3510). Тытравальную кіслотнасць (TA) разлічвалі на аснове яблычнай кіслаты па наступнай формуле.
Дзе V і C — адпаведна аб'ём (мл) і канцэнтрацыя (0,1 моль/л) раствора гідраксіду натрыю, які выкарыстоўваўся пры тытраванні. K — каэфіцыент пераўтварэння яблычнай кіслаты, роўны 0,067, а W — маса (г) яблычнага соку.
Агульная колькасць растваральных цвёрдых рэчываў (ТДС) змест ва ўсіх узорах соку вызначаўся з дапамогай кішэннага рэфрактометра PAL-1 (ATAGO, Токіо, Японія). Пасля кожнага вымярэння аптычную лінзу прамывалі дэіянізаванай вадой, і кожны ўзор яблычнага соку тэставалі тры разы. Значэнне для кожнага ўзору разлічвалася шляхам сярэдняга значэння трох вымярэнняў. Сярэдняе значэнне ± стандартнае адхіленне для кожнага ўзору яблычнага соку таксама разлічвалася шляхам сярэдняга значэння гэтых вынікаў.
Вязкапругкасць узораў яблычнага соку ацэньвалася з дапамогай ратацыйнага вісказіметра (RV, Rheotest 2, Германія). Узор змяшчаўся ўнутр цыліндру «S2» вісказіметра. Бачная глейкасць вызначалася нахілам крывой залежнасці напружання зруху ад хуткасці зруху, якая разлічвалася па напружанні зруху і адпаведных крывых пры розных хуткасцях зруху (ад 1,00 да 437,4 с⁻¹). Формула для разліку бачнай глейкасці наступная:
Дзе η — бачная глейкасць (сП), τ — напружанне зруху (дын/см²), γ — хуткасць зруху (сек⁻¹), а (τ) разлічваецца з выкарыстаннем значэнняў крутоўнага моманту (α) і цыліндру (Z) па наступнай формуле: τ = Z . α.
Індэкс пацямнення вызначалі паводле метаду Мейдава і інш.ал.2910-мл пробу соку цэнтрыфугавалі пры 2750 x g на працягу 10 хвілін. 5 мл супернатанту соку змяшалі з 5 мл 95% этанолу. Паглынанне сумесі вымералі пры 420 нм з дапамогай УФ-спектрафатометра Shimadzu (UV-1601 PC).
Агульны ўтрыманне фенольных злучэнняў (АФЗ) вызначалі каларыметрычна з выкарыстаннем рэагента Фоліна-Чокальтэу, як апісана Боўлтанам і інш.[27]]. Стандартная крывая галавай кіслаты была пабудавана для канцэнтрацый ад 0 да 500 мг/л (r²= 0,997). Вынікі выражаны ў эквівалентах галавай кіслаты (мг GAE/мл).
Дадайце 125 мкл дыстыляванай вады і 2850 мкл раствора FRAP да 25 мкл яблычнага соку і пакіньце сумесь у цемры на30хв. Затым вымерайце паглынанне пры 593 нм з дапамогай УФ-спектрафатометра Shimadzu (UV-1601 PC). Рэагент FRAP быў падрыхтаваны шляхам змешвання 300 мМ ацэтатнага буфера (pH 3,6), 20 мМ хларыду жалеза(III) і 10 мМ 2,4,6-трыс(2-пірыдыл)трыазіну (TPTZ) (растворанага ў 40 мМ HCl) у суадносінах 10:1:1. Стандартная крывая была пабудавана з выкарыстаннем тролокса ў якасці стандарту (R²= 0,999), а вынікі выражаны ў мкМ тролокса/мл.
Антыаксідантную актыўнасць апрацаваных і неапрацаваных сокаў вызначалі з дапамогай метаду DPPH для ацэнкі іх здольнасці звязваць свабодныя радыкалы DPPH.31Дзесяць мікралітраў соку змяшалі з 1 мл раствора DPPH (100 мкМ) у метаноле. Пасля рэакцыі ў цемры на працягу 30 хвілін паглынанне сумесі вымералі пры 517 нм з дапамогай УФ-спектрафатометра Shimadzu (UV-1601 PC). Вынікі былі выражаны ў эквівалентах тролокса (мкМ тролокса/мл) на аснове калібравальнай крывой (R2= 0,990).
Атрыманыя дадзеныя паказалі, што максімальная прадукцыя лаказы назіралася ў вешанках NRC 620 да канца 18-га дня ферментацыі, дасягнуўшы актыўнасці 1302 адз./л. Гэта паслужыла асновай для вызначэння аптымальнага часу культывавання для прадукцыі лаказы (Малюнак 1). Нягледзячы на тое, што прадукцыя фермента павялічвалася са павелічэннем часу культывавання, хуткасць павелічэння не была прама прапарцыйнай часу культывавання; праз 21 дзень актыўнасць фермента павялічылася толькі на 90 адз./л (да 1390 адз./л). Такім чынам, 18 дзён былі ў канчатковым выніку абраныя ў якасці аптымальнага часу культывавання, каб збалансаваць выхад прадукту з эканамічнымі выгадамі ад павелічэння часу культывавання.
Уплыў часу культывавання на выхад лаказы ў Pleurotus ostreatus NRC 620. Тры (12 мм) блокі грыбковага міцэлію былі інакуляваны ў 50 мл стэрыльнага асяроддзя, а затым культываваліся пры тэмпературы 28 °C на працягу рознага часу.
У адпаведнасці з іншымі даследаваннямі, нашы вынікі паказваюць, што ідэальны перыяд культывавання для дасягнення пікавай сакрэцыі лаказы грыбамі, верагодна, складае ад 7 да 36 дзён.32Паводле Эзіке і інш.33*Trametes polyzona* WRF03 выпрацоўваў найбольшую колькасць лаказы да канца дзевятага дня ферментацыі з удзельнай актыўнасцю 1637 адзінак/мг бялку. Акрамя таго, Отман і інш.34выявілі, што *Trichoderma harzianum* S7113 вылучае вялікую колькасць лаказы на пяты дзень культывавання. Хуткасць прадукцыі лаказы дасягнула піка на чатырнаццаты дзень, а затым паступова зніжалася.34Нягледзячы на тое, што сакрэцыя ферментаў можа адбывацца і падчас асноўнай фазы росту, звычайна яна дасягае піка падчас прамежкавай фазы і выклікаецца спажываннем крыніцы вугляроду або азоту.34,35
Нягледзячы на тое, што лакказа з Pleurotus ostreatus NRC 620 праяўляла высокую актыўнасць у шырокім дыяпазоне тэмператур ад 50°C да 80°C, набліжаючыся да пікавай актыўнасці (69–98%), яе максімальная актыўнасць назіралася пры 70°C (мал. 2a). Па-за гэтым дыяпазонам тэмператур актыўнасць фермента зніжалася прыблізна пры 70°C. Гэтыя вынікі сведчаць аб тым, што фермент актыўны пры высокіх тэмпературах, верагодна, таму, што высокая тэмпература павялічвае кінетычную энергію рэакцыі.
Уплыў тэмпературы рэакцыі (а) і pH (б) на актыўнасць лаказы ў *Pleurotus ostreatus* NRC 620. Тэмпературы ў дыяпазоне ад 20 да 90 °C дасягаліся шляхам папярэдняй інкубацыі сумесі пры розных тэмпературах на працягу 5 хвілін перад даданнем фермента і пачаткам рэакцыі. Уплыў pH на актыўнасць лаказы ацэньвалі з выкарыстаннем ABTS у якасці субстрата ў растворах, якія змяшчалі 0,1 М цытрат-фасфатнага буфера ў дыяпазоне pH ад 2,5 да 7,0.
Паводле Эзіке і інш.ал.33Аптымальная тэмпература для лаказы *Trametes polyzona* WRF03 складае 55 °C, што адпавядае тэмпературы для *Ganoderma lucidum*.лаккас36і падобная да аптымальнай тэмпературы (50 °C) для *Trametes polyzona* KU-RNW02737лакаса . Балдрыян38адзначае, што, як і для іншых ферментных сістэм, якія расшчапляюць лігнін, ідэальны дыяпазон тэмператур для лаказы складае ад 50 да 70 °C.
Вынікі паказалі, што фермент праяўляў найвышэйшую актыўнасць пры pH 3,0, дасягаючы 94% актыўнасці пры pH 3,5. Аднак ён заставаўся актыўным у шырокім дыяпазоне pH ад 2,5 да 7,0 (малюнак 2b). Акрамя таго, ён праяўляў больш высокую актыўнасць у кіслых умовах у параўнанні з нейтральнымі або шчолачнымі. Яго актыўнасць заставалася не менш за 77% у дыяпазоне pH ад 2,5 да 4,5, але дасягала толькі прыблізна 38% пры pH 7,0. Аптымальны pH для лаказы з *Trametes polyzona* WRF03 складаў 4,533, што такое ж значэнне, як і pH для лаказ з *Trametes polyzona* KU-RNW02737, *Trichoderma harzanium* 39, *Pleurotus* sp. 40 і *Trametes hirsuta* 41. Аднак, згодна з даследаваннем Chairin et al.42Аптымальны pH для лаказы з *Polymorpha f. sp.* WR710-1 складае 2,2, а аптымальны pH для лаказы з *Polymorpha f. sp.* IBL-04 — 5,043. Звязванне гідраксідных аніёнаў (інгібітару лаказы) з атамамі медзі лаказы T2/T3 можа быць прычынай зніжэння актыўнасці лаказы ў нейтральных або шчолачных умовах pH. Гэта можа парушыць унутраны перанос электронаў з цэнтра T1 у цэнтр T2/T3, тым самымабмежаваннеактыўнасць фермента23,44
Інкубацыя фермента пры розных тэмпературах выявіла, што як час інкубацыі, так і тэмпература ўплываюць на стабільнасць фермента. Прыкметна, што лакказа з *Trametes polyzona* NRC 620 прадэманстравала больш высокую стабільнасць пры 40℃ і 50℃, захоўваючы 68,33% і 59,61% сваёй пачатковай актыўнасці адпаведна праз 120 хвілін (малюнак 3a). Наадварот, пры тых жа ўмовах (40℃ і 50℃, 120 хвілін) лакказа з *Trametes polyzona* WRF03 захавала 64,38% і 42,92% сваёй актыўнасці адпаведна.33Наадварот, павелічэнне часу інкубацыі і тэмпературы зніжала стабільнасць лаказы *Trametes polyzona* NRC 620; пасля інкубацыі пры тэмпературы 60℃ і 70℃ на працягу 60 хвілін яе актыўнасць знізілася да 39,24% і 1,72% адпаведна (малюнак 3a). У адпаведнасці з эксперыментальнымі вынікамі, лаказа з *Trametes polyzona* WRF03 прадэманстравала больш высокую стабільнасць пры тэмпературы 40 і 50℃ на працягу ўсяго працэсу тэрмічнай апрацоўкі.33Падобным чынам, Луэнджаронкіт і інш.ал.37і старшыня і інш.ал.42паведамлялі пра стабільнасць лаказ з Trametes polyzona KURNW027 і Trametes polyzona WR710-1 пры 50 °C на працягу 1 гадзіны адпаведна. Як карысны біякаталізатар, які прымяняецца ў розных біятэхналагічных галінах, лаказа павінна мець добрую стабільнасць і прадукцыйнасць у шырокім дыяпазоне тэмператур.
Тэрмастатычная стабільнасць (а) і pH-стабільнасць (б) лаказы з *Pleurotus ostreatus* NRC 620. Тэрмастатычная стабільнасць ацэньвалася шляхам інкубацыі раствора фермента ў 0,05 М фасфатным буферы натрыю (pH 7,0) пры 40, 50, 60 і 70 °C на працягу 2 гадзін адпаведна. pH-стабільнасць ацэньвалася шляхам інкубацыі раствора фермента ў 0,1 М цытратным буферы і Tris-буферы (pH 3, 4, 6 і 7) пры 40 °C на працягу 2 гадзін. Рэшткавая актыўнасць разлічвалася з выкарыстаннем ABTS у якасці субстрата пасля інкубацыі.
Каб вызначыць аптымальныя ўмовы выкарыстання і захоўвання фермента, мы даследавалі ўплыў pH на стабільнасць лаказы. Уздзеянне розных значэнняў pH істотна паўплывала на стабільнасць структуры бялку, тым самым уплываючы на стабільнасць і актыўнасць малекулы фермента. Вынікі паказалі, што фермент быў менш стабільным у кіслых умовах, у той час як ён дэманстраваў лепшую стабільнасць пры больш высокіх значэннях pH (нейтральная і шчолачная вобласці). Пры значэннях pH 7,0, 6,0, 4,0 і 3,0 хуткасць утрымання фермента праз 120 хвілін складала прыблізна 100%, 62,54%, 52,39% і 11,14% адпаведна (мал. 3b). Лаказа *Strombus multisus* WRF03 прадэманстравала больш высокую стабільнасць пры нейтральных значэннях pH (5,5–6,5) і меншую стабільнасць пры кіслых значэннях pH (ніжэй за 4,0). Пасля 120 хвілін пры значэннях pH 5,5, 6,0 і 6,5 узровень утрымання ферментаў склаў прыблізна 82%, 100% і 93% адпаведна.33Хайрын і інш.42адзначалі, што лакказа з Trametes polyzona WR710-1 была стабільнай у дыяпазоне pH ад 6,0 да 7,0, у той час як Сайед і інш.45паказалі, што лакказа больш стабільная пры нейтральным pH. Аднак лакказа з Cerrena unicolor таксама праяўляла стабільнасць у шчолачных умовах (pH 9,0).46Даследаваныя лаказы прадэманстравалі высокую стабільнасць у шырокім дыяпазоне pH. Гэта можа быць важнай характарыстыкай для прамысловага прымянення.
Паколькі некаторыя іёны металаў аказваюць як стымулюючы, так і інгібіруючы ўплыў на актыўнасць ферментаў, іх уплыў на актыўнасць ферментаў неабходна ўлічваць у прамысловых умовах. Гэта вельмі важна, бо іёны металаў з'яўляюцца распаўсюджанымі забруджвальнікамі навакольнага асяроддзя, якія могуць паўплываць на стабільнасць і сінтэз пазаклеткавых ферментаў.47Каб даследаваць уплыў некалькіх іёнаў металаў на лаказу з *Pleurotus ostreatus* NRC 620, мы правялі адпаведныя эксперыменты. Як паказана на малюнку 4, у залежнасці ад тыпу выкарыстанага металу, павелічэнне канцэнтрацыі іёнаў металаў ад 2,5 мМ да 10 мМ негатыўна ўплывала на функцыю фермента. Напрыклад,Mg²⁺ , Co²⁺ , Zn²⁺іCu²⁺можа стымуляваць і актываваць актыўнасць ферментаў, у той час якНа⁺ , Мн²⁺ , Ca²⁺іК⁺магло інгібіраваць актыўнасць фермента. Пры канцэнтрацыі 10 мМ іёны Cu²⁺ і Mg²⁺ былі найбольш магутнымі актыватарамі лаказы з *Pleurotus ostreatus* NRC 620, забяспечваючы ступень актывацыі прыблізна 34% і 20% адпаведна. Аднак пры канцэнтрацыі 10 мМ іёны Ca²⁺ былі найбольш магутным інгібітарам лаказы, зніжаючы актыўнасць фермента прыблізна на 60%.
Уплыў іонаў металаў на актыўнасць лаказы Pleurotus ostreatus NRC 620. Лаказа інкубавалася на працягу 10 хвілін у натрыйфасфатным буферы (0,05 М, pH 7,0), які змяшчаў розныя іоны металаў у канцэнтрацыях 2,5 мМ і 10 мМ. Затым рэакцыю ініцыявалі даданнем субстрата (ABTS), пасля чаго вымяралі адносную актыўнасць.
Нашы вынікі адпавядаюць вынікам іншых аўтараў, якія выявілі, што Mg²⁺ і Cu²⁺ павялічваюць актыўнасць *Trametes polyzona* WRF03³. Кастаньо і інш.⁴⁸ выявілі, што лакказа з *Xylaria* sp. у пэўнай ступені стымулюецца іёнамі медзі (Cu²⁺). Акрамя таго, Foroutanfar і інш.⁴⁹ і Si і інш.⁵⁰ правялі падобныя даследаванні лакказ з *Paraconiothyrium variabile* і *Trametes pubescens* адпаведна. Сайт звязвання медзі II тыпу (T2) гэтага фермента можа быць насычаны Cu²⁺ пры зададзенай канцэнтрацыі, што можа тлумачыць стымуляцыю актыўнасці лакказы пры больш высокіх канцэнтрацыях Cu²⁺³⁹. Паколькі лаказы грыбоў белай гнілі з'яўляюцца аксідазамі, якія змяшчаюць некалькі атамаў медзі, уплыў іёнаў медзі на актыўнасць лаказы разнастайны і вар'іруецца ад стымулюючага і інгібіруючага да нейтральнага.⁵¹ Наадварот, Чжоу і інш.[52]паведаміў, штоCu²⁺інгібіраваў лаказную актыўнасць тайваньскіх падземных тэрмітаў (Odontotermes formosanus). Аднак лаказы Cerena sp. HYB07[53]і Clitocybe maxima[54]не падвяргаліся ўздзеянню іёнаў медзі.
Спецыфічнасць субстрата была прадстаўлена яго кінетычнымі параметрамі (Km і Vmax); чым мацнейшая афіннасць звязвання субстрата з ферментам, тым ніжэйшае значэнне Km і вышэйшая спецыфічнасць субстрата.3,21,55Кінетычныя параметры (Km і Vmax) лаказы з *Pleurotus ostreatus* NRC 620 былі вызначаны з дапамогай праграмнага забеспячэння GraphPad Prism 6.0 шляхам пабудовы графіка Lineweaver-Burk (малюнак 5). Пры выкарыстанні ABTS у якасці субстрата вынікі склалі 1,99 мМ і 16217 мкмоль.мін⁻¹ Л⁻¹,адпаведна. Эльсаед і інш.21паведамлялася, што значэнні Km для акіслення ABTS складалі 0,1 мМ і 0,064 мМ адпаведна, што сведчыць аб высокай афіннасці ізаферментаў Lac A і Lac B да ABTS. Акрамя таго, значэнні Vmax складалі 0,182 мкмоль.мін⁻¹і 0,603 мкмольмін⁻¹адпаведна. Атрыманае значэнне Km было ніжэйшым, чым у Trametes polyzona WRF03 (8,66 мМ); больш за тое, іх значэнне Vmax (1429 ммоль/мін⁻¹) таксама былоніжэйпры выкарыстанні ABTS у якасці субстрата.33 Падобным чынам, значэнні Km канцэнтрацый лаказы Lentinus squarrosulus MR13 і Trametes sp. AH28-2 склалі 0,0714 мМ і 0,025 мМ адпаведна, а значэнні Vmax складаліся 0,0091 мМ хв−1 і 0,67 мМ хв−1 мг−1 (адносна ABTS).адпаведна.56,57
Быў даследаваны ўплыў канцэнтрацыі ABTS на актыўнасць лаказы з *Pleurotus ostreatus* NRC 620, і быў пабудаваны графік Лайнуівера-Берка адваротнай велічыні пачатковай хуткасці рэакцыі ў залежнасці ад канцэнтрацыі ABTS. Рэакцыя акіслення ABTS з рознымі канцэнтрацыямі (0,025–3,0 мМ) лаказы вымяралася пры pH 4,5 для вызначэння кінетычных параметраў (Vmax і Km). Кінетычныя канстанты Міхаэліса-Ментэна былі разлічаны з выкарыстаннем графіка Лайнуівера-Берка адваротнай велічыні хуткасці рэакцыі ў залежнасці ад канцэнтрацыі субстрата. Кінетычныя канстанты былі разлічаны па графіку Лайнуівера-Берка з выкарыстаннем праграмнага забеспячэння GraphPad Prism 6.01.
Традыцыйныя асвятляльныя ферменты, такія як пектыназы, гідралізуюць пектынавыя рэчывы, зніжаючы глейкасць і каламутнасць. Яны эфектыўна расшчапляюць структурныя поліцукрыды і часта выкарыстоўваюцца ў спалучэнні з іншымі ферментамі, такімі як цэлюлазы і геміцэлюлазы, для паляпшэння выхаду і празрыстасці. Аднак пектыназы не нацэльваюцца спецыяльна на фенольныя злучэнні, якія з'яўляюцца асноўнымі фактарамі памутнення і акісляльнага пацямнення, асабліва ў соках, такіх як яблычны і вінаградны.58У адрозненне ад гэтага, лаказы каталізуюць акісленне фенольных злучэнняў, палімерызуючы іх у больш буйныя, нерастваральныя малекулы, якія можна выдаліць шляхам седыментацыі або фільтрацыі. Гэты механізм не толькі паляпшае празрыстасць, але і падаўжае тэрмін захоўвання соку, зніжаючы верагоднасць акісляльнага пацямнення, выкліканага фенольнымі злучэннямі. Акрамя таго, працэсы асвятлення на аснове лаказ можна праводзіць у мяккіх умовах апрацоўкі (pH 3,5–5,5, тэмпература 25–40 °C), што робіць іх прыдатнымі для далікатных сокаў без шкоды для іх пажыўных або арганалептычных уласцівасцей.59Даследаванні паказалі, што апрацоўка пектыназай можа ачысціць сок за 1-2 гадзіны, у той час як апрацоўка лаказай звычайна патрабуе больш працяглага часу рэакцыі (3-6 гадзін) для поўнага аднаўлення фенольных злучэнняў. Аднак гэты працэс можна аптымізаваць шляхам імабілізацыі фермента або спалучэння лаказы з механічнымі метадамі ачышчэння.60У гэтым даследаванні ферментатыўны аналіз неачышчанага экстракта выявіў значную актыўнасць лаказы і α-амілазы, у той час як актыўнасць пектыназы і ксіланазы была надзвычай нізкай, а актыўнасць цэлюлазы не выяўлена. Такім чынам, зніжэнне каламутнасці і ўтрымання фенольных злучэнняў было ў асноўным абумоўлена дзеяннем лаказы, а змяненне глейкасці магло быць часткова абумоўлена дзеяннем амілазы.
У табліцы 1 паказаны фізіка-хімічныя параметры свежавыціснутага яблычнага соку і ўзораў, апрацаваных лаказай. Вынікі паказалі, што выхад свежавыціснутага яблычнага соку (71,59%) быў ніжэйшым, чым у ўзораў, апрацаваных лаказай (87,34%). Гэтыя вынікі адпавядаюць высновам Пільніка і Оранджа.61, які паказаў, што выкарыстанне ферментаў у перапрацоўцы садавіны можа павялічыць выхад соку, палепшыць фільтрацыю і атрымаць высакаякасны, празрысты сок для канцэнтрацыі. Павелічэнне выхаду соку ў асноўным звязана з павелічэннем утрымання растваральных цукроў у соку. Падчас ферментатыўнага гідролізу садавіны мезаглея і пекцін у клеткавых сценках прадукту руйнуюцца і пераўтвараюцца ў растваральныя рэчывы, такія як нейтральныя цукры і кіслоты.62.Значэнне pH апрацаванага ферментамі яблычнага соку было значна ніжэйшым, чым у кантрольнай групе (P < 0,05), і значэнне pH абедзвюх груп значна павялічылася падчас захоўвання (табліца 1). Гэтыя вынікі адпавядаюць вынікам Марка і інш.63, які адзначыў, што pH соку пладоў кешью зніжаецца пасля захоўвання пасля тэрмічнай апрацоўкі. Дэградацыя пекціну і ўтварэнне галактуронавай кіслаты пасля апрацоўкі ферментамі могуць быць прычынай павышэння pH падчас захоўвання. pH узораў, апрацаваных ферментамі, заставаўся ў межах ад 4,05 да 4,31 на працягу ўсяго захоўвання, у той час як pH неапрацаванага яблычнага соку вагаўся ў межах ад 4,12 да 4,33.
Агульная кіслотнасць (АК) як неапрацаваных, так і апрацаваных лаказай узораў прадэманстравала тэндэнцыю да зніжэння з павелічэннем часу захоўвання (табліца 1). Зніжэнне кіслотнасці было звязана з пераўтварэннем арганічных кіслот у вугляводы або ферментатыўнымі рэакцыямі, а таксама з акісленнем падчас захоўвання соку.64Агульная кіслотнасць кантрольнага яблычнага соку і ўзораў, апрацаваных ферментамі, была ніжэйшай, чым у іншых сокаў (клубнічны сок 0,9%, слівовы сок 2,2%, кумкватавы сок 1,0%, абрыкосавы сок 2,4%, апельсінавы сок 0,8%), але падобнай да іншых сокаў (напрыклад, грушавы сок 0,3%).62Гэтыя адрозненні ў неапрацаваным свежавыціснутым яблычным соку могуць быць выкліканыя рознымі фактарамі, такімі як умовы вырошчвання, генетычныя фактары, узровень сталасці і метады апрацоўкі.65Зніжэнне агульнай кіслотнасці кантрольнага і апрацаванага лаказай яблычнага соку адпавядае вынікам, прадстаўленым Сінгхам і інш.66адносна зніжэння агульнай кіслотнасці яблычнага соку Цзінь Нуо пасля 74 дзён захоўвання. З іншага боку, Ошмянскі і Войдыла67не выявілі істотных змен кіслотнасці яблычнага соку пры вывучэнні ўплыву традыцыйных метадаў асвятлення.
Вынікі, прадстаўленыя ў Табліцы 1, паказваюць, што значэнне агульнага ўтрымання растваральных рэчываў (АРА) у яблычным соку, апрацаваным лаказай, было вышэйшым, чым у неапрацаваным узоры. Гэтыя вынікі адпавядаюць апублікаваным даследаванням.68Акрамя таго, з Табліцы 1 відаць, што значэнне агульнай сукупнасці спажывання (АСУ) кантрольнай групы з яблычным сокам у пачатковы момант часу складала 9,58 і дасягнула 11,05 да канца перыяду захоўвання. Гэтыя значэнні ніжэйшыя за значэнні АСУ свежага яблычнага соку, пра якія паведамлялі Хамід і інш.69(11,2 і 11,80 адпаведна). Значэнне агульнай растваральнай сухіх рэчываў (АСУ) узораў яблычнага соку, апрацаваных лаказай, значна павялічылася, пачынаючы з 11,23 і дасягаючы 12,93 пасля двух тыдняў захоўвання пры тэмпературы 4°C (табліца 1). Падобнае павелічэнне АСУ падчас захоўвання назіралася таксама ў цытрусавых, цытрынах і салодкіх апельсінах. Павелічэнне агульнай растваральнай сухіх рэчываў (АСУ) падчас захоўвання можа быць звязана з гідролізам поліцукрыдаў (крухмалу) да монацукрыдаў (цукроў), павелічэннем канцэнтрацыі з-за абязводжвання соку і дэградацыяй пекціну ў соку да растваральных сухіх рэчываў. Павелічэнне агульнай растваральнай сухіх рэчываў (АСУ), верагодна, звязана з павелічэннем растваральных цукроў, якія могуць утварацца ў выніку пераўтварэння пекціну або цэлюлозы ў растваральныя цукры пекцінам або цэлюлазай адпаведна, або ў выніку гідролізу крухмалу да цукроў, як паведамлялі Хамед і інш.69.Уплыў лаказы на ўласцівасці яблычнага соку можна назіраць візуальна, бо апрацаваны лаказай яблычны сок мае лепшую цякучасць і меншую глейкасць, чым неапрацаваны сок. Гэта назіранне зафіксавана ў табліцы 1; глейкасць апрацаванага ферментам узору складала 1,87 сП, а глейкасць кантрольнага ўзору — 2,95 сП. Гэта значнае зніжэнне глейкасці, верагодна, звязана з больш высокай вадаўтрымлівальнай здольнасцю пекцінападобных рэчываў і ўтварэннем кагезійнай сеткаватай структуры.
У гэтым даследаванні ўплыў лаказы на індэкс пацямнення (ІП) яблычнага соку быў вывучаны шляхам вымярэння паглынання пры 420 нм з дапамогай спектрафатометра. Вынікі прадстаўлены ў табліцы 1. Падчас захоўвання ІП узораў яблычнага соку як у апрацаванай, так і ў неапрацаванай групах прадэманстраваў паступовую тэндэнцыю да павелічэння. ІП адлюстроўвае ступень пацямнення і можа служыць у якасціважныіндыкатар ферментатыўных і неферментатыўных рэакцый пацямнення. Паглынанне значна павялічылася падчас захоўвання (P < 0,05). У канцы захоўванняА420Каштоўнасць узораў яблычнага соку ў кантрольнай групе і групе, апрацаванай ферментамі, павялічылася прыкладна на 217% і 121% адпаведна (табліца 1). Вынікі паказваюць, што апрацоўка ферментамі можа эфектыўна знізіць ступень пацямнення прыкладна на 56%. Вынікі Безеры і інш.[19]] адпавядаюць нашым вынікам; Яны выкарыстоўвалі лаказа-глутаральдэгід-какосавае валакно для асвятлення яблычнага соку, знізіўшы яго першапачатковы колер на 61%.
Нягледзячы на тое, што поліфенолы ў фруктовых соках маюць станоўчы пажыўны і тэрапеўтычны ўплыў на арганізм чалавека, яны таксама могуць рэагаваць з бялкамі, выклікаючы памутненне соку, асадак або каламутнасць, тым самым змяняючы смак і водар прадукту і скарачаючы тэрмін яго прыдатнасці.71Мэтай гэтага даследавання было бяспечнае зніжэнне ўтрымання фенольных злучэнняў у яблычным соку з выкарыстаннем лаказы з Pleurotus ostreatus NRC 620. Вынікі, прадстаўленыя ў табліцы 1, паказваюць, што агульнае ўтрыманне фенольных злучэнняў у яблычным соку, апрацаваным лаказай, значна знізілася перад захоўваннем пры тэмпературы 4 °C. Акрамя таго, агульнае ўтрыманне фенольных злучэнняў таксама знізілася падчас захоўвання ў абодвух даследаваных узорах (табліца 1). Даследаванне Сандры і інш.72паказалі, што яблычны сок, апрацаваны ферментамі, можа захоўваць сваю антыаксідантную актыўнасць і ўтрыманне фенольных злучэнняў. Аднак вынікі даследавання, праведзенага Летэрай і інш.73паказваюць, што апрацоўка апельсінавага соку грыбковай лаказай можа знізіць утрыманне ў ім фенольных злучэнняў да 45%.
Было паказана, што фенольныя злучэнні валодаюць такімі ўласцівасцямі, як паглынанне свабодных радыкалаў, аднаўленне і гашэнне сінглетнага кіслароду, перанос атама вадароду і аддача электронаў свабодным радыкалам, што робіць іх магутнымі антыаксідантамі.74Такім чынам, у гэтым даследаванні для ацэнкі ўплыву лаказы на антыаксідантную актыўнасць яблычнага соку, які захоўваўся ў халадзільніку на працягу 14 дзён, былі выкарыстаны метады на аснове DPPH і FRAP (табліца 2). Абодва метады паказалі павелічэнне антыаксідантнай актыўнасці падчас захоўвання, што можа быць звязана з павелічэннем колькасці свабодных фенольных злучэнняў або ўтварэннем прадуктаў рэакцыі Майяра (MRP), прычым прадукты рэакцыі Майяра, верагодна, з'яўляюцца прычынай павелічэння антыаксідантнай актыўнасці.75Неферментатыўныя рэакцыі пацямнення (у тым ліку дэградацыя аскарбінавай кіслаты, рэакцыі Майяра і кіслотна-каталізаваная дэградацыя цукроў) прыводзяць да ўтварэння карычневых пігментаў (меланоідзінаў). Прамежкавыя прадукты дэградацыі аскарбінавай кіслаты і прадуктаў дэградацыі цукроў (напрыклад, карбанільныя злучэнні) могуць рэагаваць з амінакіслотамі праз рэакцыі Майяра.76Нягледзячы на тое, што пацямненне садавіны і гародніны падчас захоўвання было шырока вывучана, наша разуменне гэтых рэакцый застаецца абмежаваным.77У параўнанні з метадам FRAP, яблычны сок, апрацаваны лаказай, прадэманстраваў значна ніжэйшую антіаксідантную актыўнасць, вымераную метадам DPPH (табліца 2), прычым антіаксідантная актыўнасць усіх узораў значна павялічвалася са павелічэннем часу захоўвання. У гэтым даследаванні выкарыстоўваліся два розныя метады вызначэння антіаксідантнай актыўнасці, паколькі іх прынцыпы адрозніваюцца. Метад DPPH вымярае здольнасць нейтралізаваць свабодныя радыкалы, у той час як метад FRAP вымярае здольнасць аднаўляць іоны жалеза. Таму рэкамендуецца выкарыстоўваць некалькі метадаў вызначэння антіаксідантнай актыўнасці, каб лепш зразумець антіаксідантную актыўнасць даследаваных узораў.78
Адным з ключавых вынікаў гэтага даследавання з'яўляецца тое, што лакказа *Pleurotus ostreatus* NRC 620 праяўляе аптымальную актыўнасць пры 70°C і pH 3,0. У параўнанні з іншымі грыбковымі лакказамі, якія звычайна выкарыстоўваюцца для ачышчэння соку, такімі як лакказы *Trametes versicolor* і *Ganoderma lucidum*, *P. ostreatus* NRC 620 праяўляе больш высокую тэрмічную стабільнасць і больш кіслы pH. Лаказы з *Trametes versicolor* і *Ganoderma lucidum* звычайна праяўляюць аптымальную актыўнасць у дыяпазоне 50-60°C і пры значэннях pH ад 3,5 да 5,0. Гэта адрозненне можа спрыяць павышэнню эфектыўнасці ачышчэння соку, асабліва для кіслых сокаў, дзе стабільнасць пры больш нізкіх значэннях pH мае вырашальнае значэнне. Унікальная характарыстыка *P. У параўнанні з іншымі вывучанымі грыбковымі лакказамі, *Pleurotus ostreatus* NRC 620 праяўляе здольнасць эфектыўна функцыянаваць у больш складаных умовах. Яго больш высокая аптымальная тэмпература актыўнасці сведчыць аб патэнцыйных перавагах у прамысловым ужыванні, такіх як больш высокая хуткасць рэакцыі і зніжэнне мікробнага забруджвання. Яго нізкі pH, які добра падыходзіць для кіслотнай прыроды многіх сокаў, можа быць карысным у працэсах ачышчэння сокаў. Гэтыя вынікі апраўдваюць далейшыя даследаванні для маштабнага прымянення, што робіць *Pleurotus ostreatus* NRC 620 жыццяздольнай альтэрнатывай традыцыйным крыніцам грыбковай лаказы. У параўнанні з папярэднімі даследаваннямі, мы выявілі, што аптымальная тэмпература складае 60°C, а аптымальны pH — 3,0. Пасля рэакцыі пры 60°C на працягу 80 хвілін лаказа *Ganoderma lucidum* захоўвалася.46% ад яго актыўнасці.79 Паводле Курніяваці і Нісель80Ферменты *Ganoderma lucidum* дэманструюць выдатную да ўмеранай стабільнасці пры тэмпературы 25°C і значэннях pH у дыяпазоне ад 5,0 да 8,0, а таксама стабільнасць пры pH 6,0 і тэмпературы ад 10 да 30°C. У гэтым даследаванні мы выявілі, што аптымальныя pH і тэмпература для актыўнасці фермента *Pleurotus ostreatus* складалі 3,0 і 70°C адпаведна. Пасля інкубацыі пры тэмпературы 40°C і 50°C на працягу двух гадзін фермент захаваў 68,33% і 59,61% сваёй актыўнасці адпаведна. Акрамя таго, лакказа Pleurotus ostreatus NRC 620 праяўляла высокую актыўнасць у шырокім дыяпазоне тэмператур ад 50°C да 80°C, амаль дасягаючы максімальнай актыўнасці (69%–98%), прычым максімальная актыўнасць назіралася пры 70°C.
У заключэнне, лакказа вешанкі NRC620, атрыманая ў статычных умовах, прадэманстравала аптымальную актыўнасць і стабільнасць у розных умовах pH і тэмпературы, дэманструючы лепшую стабільнасць у параўнанні з іншымі крыніцамі ферментаў. Даданне 10 мМ MgSO₄ і CuSO₄ павялічыла актыўнасць фермента прыблізна на 21% і 35% адпаведна. Пры перапрацоўцы ў яблычны сок фермент знізіў pH і глейкасць, у той час як утрыманне фенольных злучэнняў толькі нязначна знізілася падчас захоўвання.
Вынікі пацвярджаюць патэнцыял лаказы ў харчовай прамысловасці, асабліва ў асвятленні напояў. Спецыяльна расшчапляючы фенольныя злучэнні, лаказа не толькі зніжае каламутнасць і паляпшае празрыстасць, але і падтрымлівае якасць фруктовых сокаў пры мяккіх умовах эксплуатацыі. У адрозненне ад традыцыйных асвятляльнікаў, такіх як жэлацін, бентаніт і сілікагель, лаказа не ўтварае адходаў і не выдаляе прыемныя водары з напояў, што робіць яе больш экалагічна чыстым і ўстойлівым варыянтам. Акрамя таго, у параўнанні з іншымі ферментамі і метадамі фільтрацыі, лаказа прапануе мэтанакіраванае і эканамічна эфектыўнае рашэнне без шкоды для якасці прадукту.
К'ёмухімбо, Х.Д. і Брынк, Х.Г. Прымяненне і стратэгіі імабілізацыі медзьзмяшчальных лаказ; агляд. Heliyon 9, e13156 (2023).
Час публікацыі: 15 снежня 2025 г.